實驗室新手指南之細胞培養
發布日期：2017-12-22 瀏覽次數：1987
細胞原代培養
- 1、器材：將孕鼠或新生小鼠拉頸椎致死，置 75%酒精泡 2—3 秒鐘(時間不能過長、以免酒精從口和肛門浸入體內)再用碘酒消毒腹部，取胎鼠帶入超凈臺內(或將新生小鼠在超凈臺內)解剖取肝臟，置平皿中。
- 2、用 Hank’s 液洗滌三次，并剔除脂肪，結締組織，血液等雜物。
- 3、用手術剪將肝臟剪成小塊(1mm2)，再用 Hank’s 液洗三次，轉移至小青霉素瓶中。
- 4、視組織塊量加入 5—6 倍的 0.25%胰酶液，37℃中消化 20—40 分鐘，每隔 5 分鐘振蕩一次，或用吸管吹打一次，使細胞分離。
- 5、加入 3—5ml 培養液以終止胰酶消化作用(或加入胰酶抑制劑)。
- 6、靜置 5—10 分鐘，使未分散的組織塊下沉，取懸液加入到離心管中。
- 7、1000rpm，離心 10 分鐘，棄上清液。
- 8、加入 Hank’s 液 5ml，沖散細胞，再離心一次，棄上清液。
- 9、加入培養液 l—2 ml(視細胞量)，血球計數板計數。
- 10、將細胞調整到 5×105/ml 左右，轉移至 25ml 細胞培養瓶中，37℃下培養。
上述消化分離的方法是zui基本的方法，在該方法的基礎上，可進一步分離不同細胞。細胞分離的方法各實驗室不同，所采用的消化酶也不相同(如膠原酶，透明質酶等)。
自上方法第 3 步后，將組織塊轉移到培養瓶，貼附與瓶底面。翻轉瓶底朝上，將培養液加至瓶中，培養液勿接觸組織塊。入 37℃ 靜置 3—5 小時，輕輕翻轉培養瓶，使組織浸入培養液中(勿使組織漂起)，37℃繼續培養。
- 1、吸光培養瓶中的培養液。
- 2、加入1-2 mL 0.25%的胰蛋白酶液(以消化液能覆蓋整個瓶底為準)靜置 2-10min(顯微鏡下動態監測) 。
- 3、吸去胰蛋白酶液，加入培養液。
- 4、吸取瓶內培養液，反復吹打瓶壁細胞，形成細胞懸液。
- 5、吸取細胞懸液，接種于新的培養瓶內。
- 6、加適量新鮮培養液于新培養瓶內。
- 7、將后者放入培養箱中培養。
